Injeksi Oksitosin ( PITON )

• Cara penggunaan dan stabilitas injeksi Piton (oksitosin) 

• Tambahkan 10U oksitosin ke dlm 500 atau 1000 ml NS/RL/D₅W sehingga konsentrasi larutan menjadi 20 mU/ml dan 10mU/ml

• Inj. Piton sebaiknya disimpan pada suhu 2⁰ – 5⁰C, jangan simpan di frizer (Tatro, 2003; DIH 2009-2010, p. 1126)

 

Stabilitas injeksi ranitidin

 

1. Inj. Ranitidin sebaiknya disimpan pada suhu 4⁰-30⁰C, dan hindarkan dari cahaya. Inj. Ranitidin dapat dicampur dg NS atau D₅W dan larutan stabil selama 48 jam pada suhu kamar (DIH 2009-2010, p. 1295)

 

 

Stabilitas dan cara pemberian injeksi ondansetron

 

1. Inj. Ondansetron sebaiknya disimpan pada suhu 2⁰ – 30⁰C dan terlindung dari cahaya. Sedangkan untuk infus IV, inj. Ondansetron dapat dilarutkan dlm 50 ml D₅W atau NS dan larutan ini stabil selama 48 jam pd suhu kamar

2.  

   Untuk pencegahan mual dan muntah post operasi sebaiknya dosis tunggal diberikan secara injeksi IV lebih dari 2 – 5 menit (DIH 2009-2010, p. 1102)

    

    Stabilitas dan cara peberian injeksi furosemid

    

   1. Simpan injeksi pada suhu kamar dan lindungi dari cahaya, karena bila terpapar cahaya akan menyebabkan perubahan warna. Jangan gunakan larutan furosemid bila berwarna kuning. Larutan furosemin ini tidak stabil pada suasana asam, tetapi stabil pada suasana basa. Bila disimpan dalam lemari es bisa terjadi presipitasi atau kristalisasi

   2. Inj. Furosemid ini seharusnya diberikan secara perlahan dengan kecepatan lebih dari 1 – 2 menit (DIH 2009-2010, p. 676)

       
       

      Stabilitas dan cara pemberian injeksi atropin

       

      1. Simpan injeksi ini pada suhu kamar yang dikontrol pada suhu 15⁰ – 30⁰C, jangan simpan di frizer dan hindarkan dari cahaya

      2. Pemberian injeksi atropin lambat dapat menyebabkan paradoksikal bradikardi (DIH 2009-2010, p. 157)

          
          

         Stabilitas injeksi MgSO₄

         1. Simpan pada suhu kamar dg suhu 20⁰ – 25⁰C. penyimpanan dalam lemari es menyebabkan terjadinya presipitasi atau kristalisasi (DIH 2009-2010, p. 917)

             
             

            Cara pemberian dan stabilitas injeksi ceftriaxone 

          
       

      1. Ceftriaxone injeksi diberikan secara perlahan

      2. 3 – 5 menit

      3. Bila direkonstitusi dg pelarut 250 ml  ceftriaxone bertahan selama 24 jam bila disimpan pada suhu kamar dan tahan selama 3 hari bila disimpan di lemari es

      4. Bila direkonstitusi dg 100 ml WFI steril, 0,9% NaCl, dan 5% dextrose ceftriaxone bertahan 3 hari dalam suhu kamar dan 10 hari dalam lemari es (Tatro, 2003)
    

    

   Cara pemberian injeksi fentanil

    

   1. Pemberian infus fentanil IV pelan sebaiknya lebih dari 1 – 2 menit. Bila diberikan secara IV cepat dapat menyebabkan terjadinya kekauan otot (DIH 2009-2010, p. 610)

       
       

      Kontraindikasi, stabilitas, dan cara pemberian injeksi propofol

       

      1. njeksi propofol kontraindikasi dg pasien yang memiliki alergi telur, kedelai, dan produk-produk yg terbuat dari telur maupun kedelai (DIH 2009-2010, p. 1254). Oleh karena itu sebaiknya sebelum diberikan injeksi ini dipastikan bahwa pasien tidak alergi terhadap makanan tersebut

      2. Jangan gunakan injeksi propofol bila dicurigai terkontaminasi. Selain itu jangan berikan pada IV cateter yg juga digunakan untuk pemberian darah dan plasma. Propofol yg sudah tidak dipakai sebaiknya dibuang setelah 12 jam

      3. Injeksi propofol sebaiknya disimpan pada suhu 4⁰ – 22⁰C, jangan simpan di frizer, dan hindarkan dari cahaya. Jika dipindahkan ke syringe sebelum diberikan, gunakan selama 6 jam. Tetapi jika digunakan langsung dari vial/ prefilled syringe gunakan selama 12 jam. Kocok dulu sebelum digunakan dan jangan gunakan bila fase emulsi pecah. Untuk mendapatkan konsentrasi ≥ 2 mg/ml propofol mungkin dapat dilarutkan dlm D₅W dan bisa bertahan selama 8 jam pd suhu kamar (DIH 2009-2010, p. 1254)

          

         Stabilitas injeksi vitamin C

          

         1. Buang larutan IV setelah 24 jam, dan simpan ditempat yang terlindung dari cahaya (Tatro, 2003)

          
       

PEMERIKSAAN ANGKA LEMPENG TOTAL, ANGKA KAPANG/KHAMIR DAN IDENTIFIKASI BAKTERI PATOGEN

Pertumbuhan jasad renik pada media tertentu yang diinokulasi dan diinkubasi pada suhu yang sesuai menghasilkan suatu perubahan yang dapat diamati secara visual berupa kekeruhan, perubahan warna, terbentuknya gelembung gas dan pertumbuhan koloni.

 

B.   Media dan pereaksi

1. Buffer fosfat pH 7,2
2. Tryptic Soy Agar (TSA)
3. Tryptic Soy Broth (TSB)
4. Cetrimide Agar
5. MacConkey Agar
6. Triple Sugar Iron Agar
7. Lactose broth (LB)
8. Tetrathionate enrichment broth
9. Selenite cystein enrichment broth
10. Brilliant-green phenol-red lactose sucrose agar
11. Bismuth sulfite agar acc. Wilson Blair
12. Eosin methylen blue
13. Vogel-Johnson agar (base)
14. Staphylococcus selective agar (base)
15. Gliserol
16. Larutan briliant hijau 0,1%
17. Larutan kalium tellurite 1%
18. HCl 0,1 N
19. NaOH 0,1 N
20. Letheen Broth
21. Larutan TTC 0.5%

 

1. Alat
2. Tabung reaksi
3. Cawan petri
4. gelas ukur
5. Jarum Ose
6. Blue Tip steril
7. Syringe 10 mL
8. Pinset steril
9. Part Sterility (Filter holder, Manifold, Vacuum Pump, vacuum pump)
10. Sarung tangan
11. Bungkus Sterilisasi
12. Vortex
13. Transferpette
14. Baju White Steril

 

1. Prosedur pengambilan sampel
2. Pengambilan sampel disesuaikan dengan parameter dan spesifikasi pemeriksaan yang ada/sesuai protap.
3. Sampel harus dapat mewakili secara keseluruhan sampel yang ada. Dengan titik Atas, Tengah, dan Bawah, serta tempatkan sampel dalam wadah steril.

 

E.    Perlakuan sampel

1. Larutkan sampel dalam larutan buffer fosfat pH 7,2, vortex hingga homogen. (larutan A)
2. Jika sediaan uji adalah zat padat yang tidak larut sempurna, serbukkan hingga halus dan suspensikan dalam zat pensuspensi yang sesuai. Jika sediaan tidak dapat bercampur dengan air (misalnya cairan salep, krim, malam) suspensikan dalam zat pensuspensi yang cocok.

 

F.    Pemeriksaan Angka Lempeng Total dan Angka Kapang/Khamir

1. Cara Lempeng
   1. Pipet 1 ml Larutan A ke dalam masing-masing 3 cawan petri steril, segera tambahkan masing-masing 15-20 ml media TSA yang telah ditambahkan larutan TTC 0,5% dengan konsntrasi dalam TSA 1% untuk ALT dan 1 mL dalam masing-masing 3 cawan petri steril, segera tambahkan masing-masing 15-20 ml media PDA untuk AKK yang telah dicairkan dan dibiarkan pada suhu 45°C, campurkan dengan memutar-mutar cawan, biarkan membeku pada suhu kamar, setelah membeku, balikkan cawan dan inkubasi pada suhu 30-35°C selama 3 - 5 (ALT). Untuk AKK inkubasi pada suhu 20-25 ⁰C selama 5-7 hari tanpa membalikkan petri.
2. Hitung banyaknya koloni yang tumbuh pada media TSA dan media PDA setelah diinkubasi.

 

1. Identifikasi Escherichia coli dan Salmonella sp
   1. Pipet larutan A (sesuai Spek) dan masukkan kedalam media Lactose Broth (LB). (Vortex hingga homogen). Inkubasi hingga terdapat pertumbuhan (maksimum 2 hari) pada suhu 30-35 °C (Larutan B).
   2. Jika tidak ada pertumbuhan yang ditandai dengan media jernih, analisa dihentikan. Hasil dianggap negatif.
   3. Jika keruh, pipet 1 ml larutan B, masukkan ke dalam tabung yang berisi 10 ml media Selenite cystein enrichment broth. Inkubasi pada suhu 30-35°C selama 12 – 24 jam (Larutan C).
   4. Pipet 1 ml larutan B, masukkan ke dalam tabung yang berisi 10 ml media Tetrathionate enrichment broth. Inkubasi pada suhu 30-35°C selama 12 – 24 jam (Larutan D).
   5. Ambil 1 ose larutan B, goreskan pada media Mac Conkey Agar. Inkubasi pada suhu 30-35°C selama 24 jam (agar A).

Coliform positif : koloni berwarna merah ungu dengan lingkaran sinar gelap.

6. Ambil masing-masing 1 ose larutan C dan D, goreskan pada media Brilliant–green phenol-red lactose sucrose agar. Inkubasi pada suhu 30-35°C selama 24–48 jam (agar B). Salmonella sp positif : Koloni merah muda dengan lingkaran cahaya merah di dalamnya.
7. Ambil masing-masing 1 ose larutan C dan D, goreskan pada media Bismuth sulfite agar. Inkubasi pada suhu 30-35 °C selama 24 – 48 jam (agar C).

Salmonella typhosa positif : Koloni hitam pada bagian tengah, dengan dikelilingi warna logam mengkilap.

Salmonella sp positif : Koloni kecil, hitam, hijau atau terang.

8. Ambil masing-masing 1 ose agar B dan C, goreskan dan tusukkan pada media TSA, inkubasi pada suhu 30-35 °C selama 24 jam. Amati koloni yang tumbuh.

Salmonella sp. positif : Bila bekas tusukan kuning, kehitaman dan goresan berwarna merah.

9. Ambil 1 ose agar A, goreskan pada media Eosin methylene blue lactose agar. Inkubasi pada suhu 30-35 °C selama 24 – 48 jam. Amati koloni yang tumbuh.

E.Coli positif: Koloni biru ungu atau kehijauan, mengkilap seperti logam dalam pantulan cahaya, diameter 2-3 mm.

 

Pembuatan Infus Glukosa dengan sterilisasi panas

PRAFORMULASI

TINJAUAN FARMAKOLOGI BAHAN OBAT

Glukosa merupakan suatu monosakarida yang dapat di berikan secara peroral maupun intravena (sediaan infus) sebagai treatment dalam deplesi cairan dan karbohidrat. Di samping itu glukosa dapat juga menurunkan metabolisme lemak dan mencegah ketonemia. Glukosa juga dapat mengatasi hipoglikemia dan diberikan secara oral dalam tes toleransi glukosa sebagai diagnosa diabetes melitus.

• Efek samping        :  Mual, muntah, iritasi lokal vena, thrombophlebitis, hyperphosphatemia    pada penggunaan jangka panjang.
• Kontra indikasi     :  Penderita sindroma malabsorbsi glukosa-galaktosa dan pasien gagal ginjal.

TINJAUAN SIFAT FISIKOKIMIA BAHAN OBAT

1. Struktur & Berat Molekul

Dekstrosa (Glukosa)

1. • D-Glukosa monohidrat

C₆H₁₂O₆.H₂O                          BM = 198,17

1. • D-Glukosa anhidrat

C₆H₁₂O₆                                  BM = 203,67

1. Kelarutan

Dalam air                     :           mudah larut (Martindale 23th ed p. 1364); ( 1 : 1 ) pada 20^oC (BP codex, p. 237)

Dalam etanol               :           sukar larut ( 1 : 200 ) (BP codex, p. 237)

Dalam CHCl₃              :           Praktis tidak larut (Martindale 23th ed p. 1364)

Dll.                              :           larut dalam gliserin, praktis tidak larut dalam eter.     (Martindale 23th ed p. 1364)

 

1. Stabilitas (Martindale 28^th ed.)

Terhadap cahaya   :     Tidak stabil terhadap sinar γ pada proses sterilisasi.

Terhadap suhu       :     tidak stabil pada pemanasan suhu tinggi dan lama (terjadi     penurunan pH dan karamelisasi); Penyimpanan pada suhu < 25^oC.

Terhadap pH         :     tidak stabil (terurai menjadi 5-hidroksi metil furfural pada pH basa). Injeksi glukosa stabil pada PH 3.5 – 6.5

Terhadap oksigen  :     Tidak stabil.

1. Titik lebur              :     146° C  (α-D-Glukosa) : 150º C (β-D-Glukosa)

1. Inkompatibilitas    : Dengan cyanocobalamin, kanamycin sulphate, novobiocin sodium, dan warfarin sodium.

BENTUK SEDIAAN, DOSIS DAN CARA PEMBERIAN

-  Infus intravena             =          Glukosa anhidrat 5% dalam 100ml.

-  Nasal drops                =          Glukosa monohydrat 20 gram.

-  Dosis                          =          Sediaan mengandung glukosa anhidrat 5%

25 – 50 %                  =          Untuk cerebral oedema atau intoksikasi akut

2 – 10 %                    =          Untuk mengganti ion elektrolit dan kalori

20 – 50 %                  =          Intake kalori dengan hidrasi minimum

-  Cara Pemberian          =          Intra vena

FORMULASI

2.1. BENTUK DAN VOLUME SEDIAAN

-  Bentuk sediaan  : infus glukosa

-  Volume sediaan : 100 ml.

2.2. PERMASALAHAN FORMULASI

1. Diinginkan dosis tunggal untuk infus intravena dengan volume besar.
2. Glukosa tidak stabil terhadap pemanasan suhu tinggi pada kondisi pH basa karena glukosa akan terurai menjadi 5-hidroksi metil furfural yang berwarna coklat (terjadi penurunan PH, karamelisasi, dan degradasi).
3. Sediaan parenteral harus bebas mikroorganisme, pirogen, partikel asing dan jernih.
4. Norit yang digunakan dalam pembebasan pirogen dapat mengadsorpsi glukosa.

2.3. PENCEGAHAN MASALAH

1. Tidak perlu penambahan antimikroba.
2. Pada proses sterilisasi, pH diatur ± 6 dan suhu dikontrol atau diatur sedemikian rupa supaya pada akhir proses sterilisasi larutan glukosa tetap stabil.
3. ♦          Untuk membebaskan mikroorganisme, dilakukan metode overkill dengan sterilisasi panas basah pada suhu 115º selama 30 menit.

♦          Untuk membebaskan partikel asing, dilakukan filtrasi membran.

♦          Untuk membebaskan pirogen, dilakukan metode removal dengan penambahan adsorbent yaitu norit 0,1%.

4. Glukosa ditambahkan berlebih 35% dari jumlah norit yang ditambahkan.

2.4. MACAM-MACAM FORMULASI

Ø  Lactated Ringer’s 5% Dextrose Injection  (PDF Vol.2 1993)

R/dilihat sendiri di bukunya

Ø  Dextrose monohydrat 5.51% (PDF Vol.2, 1993)

R/ dilihat sendiri di bukunya

Ø  Cooper and Gunns 12^th edition.

R/ dilihat sendiri di bukunya

Ø  Infus Intravena Glukosa 5% (Martindale 28th ed)

R/ dilihat sendiri di bukunya

2.5. FORMULASI YANG DIRENCANAKAN

   R/ ?????

• pH sediaan = 6
• Perhitungan  : (Dihitung sendiri ya)

Nama Bahan	Fungsi	Kelarutan	pH Stabilitas	Cara Sterilisasi
Glukosa anhidrat	Bahan aktif	Dalam air (1:1)	3,5 – 6,5	Panas Basah (Otoklaf)
Norit	Adsorben	-	-	Otoklaf
WFI	Pelarut	-	-	Otoklaf

Cara Sterilisasi Sediaan  :  Sterilisasi Panas Basah (Otoklaf) Suhu 115°C (30 menit).

PELAKSANAAN

3.1    CARA KERJA

1. Penyiapan Alat (pencucian, pengeringan , dan sterilisasi alat)

• Pencucian alat

1. Alat /wadah gelas disikat dengan larutan tepol
2. Dibilas dengan air kran
3. Disemprot dengan uap
4. Ditiriskan
5. Dibilas dengan aqua deminineralisata
6. Dibilas dengan air suling yang baru dibuat

• Pengeringan

1. Alat/ wadah gelas ditutup dengan kertas yang tembus uap air (lapis 2) untuk menghindari debu
2. Dikeringkan dalam oven (lemari pengering) dalam keadaan terbalik (180^oC selama 10 menit)

•       Sterilisasi

Alat yang sudah bersih dan kering, dibungkus rapat dengan aluminium foil (untuk sterilisasi dengan oven ) dan kertas perkamen (untuk sterilisasi dengan autoklaf) dibungkus rangkap 2.

Water For Injeksi ( WFI ) : aquadest dalam Erlenmeyer ditutup dengan aluminium foil dan diikat dengan tali, kemudian disterilkan dengan autoklaf.

2. Timbang glukosa 7,5525 gram pada bekerglass steril
3. Larutkan (2) dalam WFI ± 140 ml
4. Cek pH, bila pH > 6 maka di tambahkan HCl 0,1N ad pH 6
5. Tambahkan WFI ad 150 ml (Kalibrasi bekerglass 150 ml)
6. Timbang norit 0,15 g pada gelas arloji steril
7. Panaskan (5) ad suhu 80˚C, kemudian tambahkan norit
8. Aduk larutan tersebut selama 15 menit pada suhu 80˚C → tambah WFI ad 150 ml
9. Saring dengan kertas saring rangkap 2 → tampung pada Erlenmeyer steril (kalibrasi volume filtrat)
10. Panaskan filtrat pada suhu 80˚C selama 15 menit → tambah WFI ad volume filtrat tanda
11. Saring lagi dengan kertas saring yang sama dengan (10) → tampung pada Erlenmeyer steril
12. Kemudian saring filtrat dengan kertas saring berdiameter 0,45 µm dan masukkan dalam botol infus ad volume 100ml
13. Bilas tutup dengan sisa larutan, tutup diikat dengan tali sampanye yang kuat
14. Sterilisasi sediaan dengan otoklaf suhu 115˚C selama 30 menit.
15. Beri label serta etiket

IPC   : -  Kadar glukosa

-  pH larutan

-  Kejernihan

-  Kadar pirogen

-  Kadar 5-hidroksimetil furfural

-  Kandungan partikel

 Sterilisasi : Otoklaf suhu 115°C selama 30 menit

Siklus waktu	Waktu   (menit)
Pemanasan	6
Penghilangan udara	5
Waktu tunggu	4
Kesetimbangan	2
Sterilisasi/pembinasaan	30
Waktu jatuh	2
Pendinginan	15

3.2    ALAT-ALAT YANG DIGUNAKAN DAN CARA STERILISASINYA

No.	Nama alat	Ukuran	Jumlah	Cara sterilisasi	Suhu   (°C)	Waktu   (menit)
1.   2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13.	Gelas arloji   Beker Glass Batang Pengaduk Corong + Kertas Saring Erlenmeyer Spuit Injeksi Gelas Ukur Spatel Logam Pipet Tetes Pinset Penara Botol infus Tutup karet	-   50 ml 200 ml - - 200 ml 12 ml 25 ml 100 ml - Panjang - - 100 ml -	1   1 1 1 2 2 1 1 1 2 2 2 1 1 1	oven   oven oven oven otoklaf oven oven otoklaf otoklaf oven otoklaf oven oven oven otoklaf	180   180 180 180 115 180 180 150 150 180 115 180 180 180 115	30   30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30

 PEMBAHASAN

Pada praktikum formulasi sediaan steril kali ini dibuat sediaan infus dengan bahan aktif glukosa. Glukosa merupakan suatu monosakarida yang dapat diberikan secara peroral maupun intravena (sediaan infus) sebagai treatment dalam deplesi cairan dan karbohidrat. Di samping itu glukosa juga dapat menurunkan metabolisme lemak, mencegah ketonimia, mengatasi hipoglikemia, dan diberikan secara oral dalam tes toleransi glukosa sebagai diagnosa diabetes mellitus.

Sebelum dilakukan formulasi sediaan infus glukosa yang stabil, aman, efektif, dan aseptabel, terlebih dahulu dilakukan studi praformulasi analisis sifat fisiko kimia bahan. Dari studi pustaka diperoleh bahwa glukosa stabil terhadap cahaya sehingga penyimpanan sediaan terlindung cahaya untuk menjaga kestabilan sediaan, tidak stabil pada pH basa terurai menjadi 5-hidroksi metil furfural sehingga pH sediaan dibuat pada rentang pH tertentu yaitu pada pH 3,5 – 5,5, glukosa tidak stabil pada pemanasan suhu tinggi dalam waktu yang lama karena terjadi penurunan pH dan karamelisasi sehingga sterilisasi tidak dilakukan pada suhu yang tinggi dalam waktu yang lama serta penyimpanan sediaan disarankan pada suhu yang sejuk. Untuk membuat sediaan yang efektif dibuat kadar sediaan yang sesuai tujuan terapi yaitu untuk sediaan infus dengan rentang kadar 2,5 – 7 %. Untuk menjamin keamanan sediaan perlu diperhatikan beberapa hal diantaranya : bebas pirogen sehingga harus melalui proses depirogenasi, pada praktikum ini dilakukan penambahan norit dengan kadar 0,1 – 5 %, bebas partikel untuk mencegah terbentuknya trombus, bebas mikroorganisme melalui proses sterilisasi, pH sediaan tidak terlalu asam maupun basa tetapi sebisa mungkin mendekati pH fisiologis, tonisitas glukosa dibuat isotonis dengan kadar 5% atau bisa dibuat hipertonis tetapi dengan penyuntikan yang perlahan.

Hal lain yang juga perlu diperhatikan adalah hasil degradasi pada pemanasan glukosa yaitu 5-hidroksi metil furfural ( 5-HMF ) harus tidak melebihi batas tertentu seperti yang tertera dalam Farmakope Indonesia karena bersifat alergenik. Beberapa hal yang perlu diperhatikan untuk membatasi produksi 5-hidroksi metil furfural adalah suhu karena semakin tinggi suhu maka semakin banyak produksi 5-HMF, pH karena semakin tinggi pH maka semakin mudah terbentuk 5-HMF, serta konsentrasi glukosa karena semakin besar konsentrasi glukosa maka pembentukan 5-HMF semakin mudah.

Konsentrasi glukosa dalam sediaan ini adalah 5 % untuk sediaan infus intravena. Volume yang dibuat adalah 100 ml untuk pemakaian single dose dan dilebihkan 50 ml sesuai dengan ketentuan sehingga volume total yang dibuat 150 ml. Volume sediaan dilebihkan untuk mengantisipasi adanya volume yang hilang selama proses pengisian dan pembuatan.

Sediaan infus glukosa harus bebas dari mikroorganisme dan pirogen maka sediaan dibebaskan dari pirogen dengan cara removal (ditambah norit 0,5% dari volume sediaan keseluruhan). Selain mengabsorpsi pirogen, norit juga mengabsorpsi glukosa sehingga perlu penambahan glukosa 35% dari jumlah norit yang digunakan. Sediaan diinginkan bentuk larutan sehingga digunakan water for injection sebagai pelarut.

Sediaan ini hanya digunakan untuk sekali pemkaian sehingga tidak diperlukan penambahan anti bakteri pada pembuatannya karena sediaan yang dibuat telah disterilkan dan akan tetap steril sampai pada batas kadaluarsa. Selama sediaan sudah dibuka maka resiko kontaminasi akan tinggi, sehingga kemungkinan terdapat adanya sisa dari sediaan yang telah dipakai tidak diperbolehkan untuk dipergunakan kembali karena sterilitas tidak terjamin lagi. Sediaan disterilkan dengan metode overkill yaitu dengan metode panas basah menggunakan autoklaf suhu 115°C selama 30 menit.

Proses Pengolahan Limbah Dengan Sistem Biofilter Anaerob-Aerob

 

           Proses ini pengolahan dengan biofilter anaerob-aerob ini merupakan pengembangan dari proses proses biofilter anaerob dengan proses aerasi kontak Pengolahan air limbah dengan proses biofilter anaerob-aerob terdiri dari beberapa bagian yakni bak pengendap awal, biofilter anaerob (anoxic), biofilter aerob, bak pengendap akhir, dan jika perlu dilengkapi dengan bak kontaktor khlor.

           Air limbah yang berasal dari rumah tangga dialirkan melalui saringan kasar (bar screen) untuk menyaring sampah yang berukuran besar seperti sampah daun, kertas, plastik dll. Setelah melalui screen air limbah dialirkan ke bak pengendap awal, untuk mengendapkan partikel lumpur, pasir dan kotoran lainnya. Selain sebagai bak pengendapan, juga berfungasi sebagai bak pengontrol aliran, serta bak pengurai senyawa organik yang berbentuk padatan, sludge digestion (pengurai lumpur) dan penampung lumpur.

           Air limpasan dari bak pengendap awal selanjutnya dialirkan ke bak kontaktor anaerob dengan arah aliran dari atas ke dan bawah ke atas. Di dalam bak kontaktor anaerob tersebut diisi dengan media dari bahan plastik atau kerikil/batu split. Jumlah bak kontaktor anaerob ini bisa dibuat lebih dari satu sesuai dengan kualitas dan jumlah air baku yang akan diolah. Penguraian zat-zat organik yang ada dalam air limbah dilakukan oleh bakteri anaerobik atau facultatif aerobik Setelah beberapa hari operasi, pada permukaan media filter akan tumbuh lapisan film mikro-organisme. Mikro-organisme inilah yang akan menguraikan zat organik yang belum sempat terurai pada bak pengendap

           Air limpasan dari bak kontaktor anaerob dialirkan ke bak kontaktor aerob. Di dalam bak kontaktor aerob ini diisi dengan media dari bahan kerikil, pasltik (polyethylene), batu apung atau bahan serat, sambil diaerasi atau dihembus dengan udara sehingga mikro organisme yang ada akan menguraikan zat organik yang ada dalam air limbah serta tumbuh dan menempel pada permukaan media.

           Dengan demikian air limbah akan kontak dengan mikro-orgainisme yang tersuspensi dalam air maupun yang menempel pada permukaan media yang mana hal tersebut dapat meningkatkan efisiensi penguraian zat organik, deterjen serta mempercepat proses nitrifikasi, sehingga efisiensi penghilangan ammonia menjadi lebih besar. Proses ini sering di namakan Aerasi Kontak (Contact Aeration).

           Dari bak aerasi, air dialirkan ke bak pengendap akhir. Di dalam bak ini lumpur aktif yang mengandung massa mikro-organisme diendapkan dan dipompa kembali ke bagian inlet bak aerasi dengan pompa sirkulasi lumpur. Sedangkan air limpasan (over flow) dialirkan ke bak khlorinasi. Di dalam bak kontaktor khlor ini air limbah dikontakkan dengan senyawa khlor untuk membunuh micro-organisme patogen.

           Air olahan, yakni air yang keluar setelah proses khlorinasi dapat langsung dibuang ke sungai atau saluran umum. Dengan kombinasi proses anaerob dan aerob tersebut selain dapat menurunkan zat organik (BOD, COD), ammonia, deterjen, padatan tersuspensi (SS), phospat dan lainnya. Skema proses pengolahan air limbah rumah tangga dengan sistem biofilter anaerob-aerob dapat dilihat pada Gambar A.

 

Gambar A : Diagram proses pengolahan air limbah rumah sakit (domistik) 
dengan proses biofilter anaerob-aerob .

Peoses dengan Biofilter "Anaerob-Aerob" ini mempunyai beberapa keuntungan yakni :

• Adanya air buangan yang melalui media kerikil yang terdapat pada biofilter mengakibatkan timbulnya lapisan lendir yang menyelimuti kerikil atau yang disebut juga biological film. Air limbah yang masih mengandung zat organik yang belum teruraikan pada bak pengendap bila melalui lapisan lendir ini akan mengalami proses penguraian secara biologis. Efisiensi biofilter tergantung dari luas kontak antara air limbah dengan mikro-organisme yang menempel pada permukaan media filter tersebut. Makin luas bidang kontaknya maka efisiensi penurunan konsentrasi zat organiknya (BOD) makin besar. Selain menghilangkan atau mengurangi konsentrasi BODdan COD, cara ini dapat juga mengurangi konsentrasi padatan tersuspensi atau suspended solids (SS) , deterjen (MBAS), ammonium dan posphor.
• Biofilter juga berfungsi sebagai media penyaring air limbah yang melalui media ini. Sebagai akibatnya, air limbah yang mengandung suspended solids dan bakteri E.coli setelah melalui filter ini akan berkurang konsentrasinya. Efesiensi penyaringan akan sangat besar karena dengan adanya biofilter up flow yakni penyaringan dengan sistem aliran dari bawah ke atas akan mengurangi kecepatan partikel yang terdapat pada air buangan dan partikel yang tidak terbawa aliran ke atas akan mengendapkan di dasar bak filter. Sistem biofilter anaerob-aerb ini sangat sederhana, operasinya mudah dan tanpa memakai bahan kimia serta tanpa membutuhkan energi. Poses ini cocok digunakan untuk mengolah air limbah dengan kapasitas yang tidak terlalu besar
• Dengan kombinasi proses "Anaerob-Aerob", efisiensi penghilangan senyawa phospor menjadi lebih besar bila dibandingankan dengan proses anaerob atau proses aerob saja. Phenomena proses penghilangan phosphor oleh mikroorganisne pada proses pengolahan anaerob-aerob dapat diterangkan seperti pada Gambar III.8. Selama berada pada kondisi anaerob, senyawa phospor anorganik yang ada dalam sel-sel mikrooragnisme akan keluar sebagi akibat hidrolosa senyawa phospor. Sedangkan energi yang dihasilkan digunakan untuk menyerap BOD (senyawa organik) yang ada di dalam air limbah. Efisiensi penghilangan BOD akan berjalan baik apabila perbandingan antara BOD dan phospor (P) lebih besar 10. (Metcalf and Eddy, 1991). Selama berada pada kondisi aerob, senyawa phospor terlarut akan diserap oleh bakteria/mikroorganisme dan akan sintesa menjadi polyphospat dengan menggunakan energi yang dihasik oleh proses oksidasi senyawa organik (BOD). Dengan demikian dengan kombinasi proses anaerob-aerob dapat

 

menghilangkan BOD maupun phospor dengan baik. Proses ini dapat digunakan untuk pengolahan air limbah dengan beban organik yang cukup besar.

Keunggulan Proses Biofilter "Anaerob-Aerob"

Beberapa keunggulan proses pengolahan air limbah dengan biofilter anaerb-aerob antara lain yakni :

• Pengelolaannya sangat mudah.
• Biaya operasinya rendah.
• Dibandingkan dengan proses lumpur aktif, Lumpur yang dihasilkan relatif sedikit.
• Dapat menghilangkan nitrogen dan phospor yang dapat menyebabkan euthropikasi.
• Suplai udara untuk aerasi relatif kecil.
• Dapat digunakan untuk air limbah dengan beban BOD yang cukup besar.
• Dapat menghilangan padatan tersuspensi (SS) dengan baik

Bentuk Dan Prototipe Alat

           Rancangan prototipe alat dirancang yang digunakan untuk uji coba pegolahan air limbah rumah sakit ditunjukkan seperti pada Gambar IV.1. Prototipe alat ini secara garis besar terdiri dari bak pengendapan/pengurai anaerob dan unit pengolahan lanjut dengan sistem biofilter anaerob-aerob. Bak pengurai anaerob dibuat dari bahan beton cor atau dari bahan fiber glas (FRP), disesuaikan dengan kondisi yang ada. Ukuran bak pengurai anaerob yakni panjang 160 cm, lebar 160 cm, dan kedalaman efektif sekitar 200 cm, dengan waktu tinggal sekitar 8 jam.

           Unit pengolahan lanjut dibuat dari bahan fiber glas (FRP) dan dibuat dalam bentuk yang kompak dan langsung dapat dipasang dengan ukuran panjang 310 cm, lebar 100 cm dan tinggi 190 cm. Ruangan di dalam alat tersebut dibagi menjadi beberapa zona yakni rungan pengendapan awal, zona biofilter anaerob, zona biofilter aerob dan rungan pengendapan akhir.

           Media yang digunakan untuk biofilter adalah batu apung atau batu pecah dengan ukuran 1-2 cm, atau ari bahan lain misalnya zeolit, batubara (anthrasit), palstik dan lainnnya. Selain itu, air limbah yang ada di dalam rungan pengendapan akhir sebagian disirkulasi ke zona aerob dengan menggunakan pompa sirkulasi.

Kapasitas Alat

           Prototipe alat ini dirancang untuk dapat mengolah air limbah sebesar 10 -15 m³/hari, yang dapat melayani rumah sakit dengan 30 –50 bed.

Waktu Tinggal (Retention Time) 

A. Bak Pengurai Anaerob 

Debit Air Limbah = 15 m³/hari = 625 lt/jam = 0,625 m³/jam
Dimensi = 1,6 m X 1,6 X 2,2 m
Volume Efektif = 5 m³
Waktu Tinggal = 8 Jam
Gambar penampang bak pengurai awal ditunjukan seperti pada gambar IV.2. 

 Unit Pengolahan Lanjut 

1. Ruang Pengendapan Awal 

Debit Air Limbah (Q) = 15 m³/hari = 625 lt/jam = 0,625 m³/jam
Volume Efektif = 1,6 m x 1,0 m x 0,6 m = 0,96 M³
Waktu Tinggal di dalam ruang pengendapan awal (T₁) = 0,96 m³/0,625 m³/jam 
T₁ = 1,5 jam 

2. Zona Biofilter Anaerob 

Volume Total Ruang efektif = 1,6 m x 1,0 m x 1,2 m = 1,92 m³
Volume Total Unggun Medium = 2 x [1,2 m x 1 m x 0,6 m] = 1,44 m³
Porositas Mediun = 0,45
Volume Medium tanpa rongga = 0,55 x 1,44 m³ = 0,79 m³
Total Volume Rongga dalam Medium = 0,45 x 1,44 m³ = 0,65 m³
Volume Air Limbah Efektif di dalam zona Anareob = 1,92 m³ - 0,79 m³ = 1,13 m³
Waktu Tinggal di dalam Zona Anaerob (T₂) = 1,13 m³/0,625 m³/jam = 1,8 jam 
Waktu Kontak di dalam medium zona Anaerob = 0,65 m³/0,625 m³/jam = 1.04 jam 

3. Zona Aerob 

Volume Efektif = 1,5 m x 1 m x 0,7 m = 1,05 m³
Volume Unggun Medium = 1,1 m x 0,6 m x 1 m = 0,66 m³
Porositas Medium = 0,45
Volume Rongga = 0,45 x 0,66 m³ = 0,3 m³
Volume Medium Tanpa Rongga = 0,66 m³- 0,3 m³ = 0,36 m³
Waktu Tinggal Total di dalam zona aerob (T₃) = [1,05 - 0,36] m³/0,625 m³/jam = 1,1 jam
Waktu Kontak di dalam medium zona aerob = 0,3 m³/0,625 m³/jam = 0,48 jam 

4. Ruangan Pengendapan Akhir 

Volume Efektif = 1,5 m x 0,6 m x 1 m = 0,9 m³
Waktu Tinggal (T₄) = 0,9 m³/0,625 m³/jam = 1,44 jam
Waktu Tinggal Total di dalam Unit Pengolahan Lanjut = [1,5+1,13+1,1+1,44] jam = 5,17 jam 


Bak Kontaktor Khlorine 

           Unit prototipe alat pengolahan air limbah rumah tangga tersebut dapat dilengkapi dengan bak khlorinasi (bak kontaktor) yang berfungsi untuk mengkontakan khlorine dengan air hasil pengolahan. Air limbah yang telah diolah sebelum dibuang ke saluran umum dikontakkan dengan khlorine agar mikroorganisme patogen yang ada di dalam air dapat dimatikan. Senyawa khlor yang digunakan adalah kaporit dalam bentuk tablet. Bak kontaktor ini dipasang atau disambungkan pada pipa pengeluaran air olahan.

 

. 


Gambar IV.2 : Penampang bak pengurai Anaerob